Интернет-журнал "Домашняя лаборатория", 2008 №1

Журнал «Домашняя лаборатория»

2. Приготовление среды для хлореллы

В качестве среды для культивирования зеленых водорослей можно использовать раствор Кнопа (г/литр раствора):

Са (NO₃)₂ — 0.25

MgSO₄*7H₂O — 0.06

КН₂РO₄ — 0.06

КСl — 0.08

Fе2Сl₆ — одна капля 1 % раствора (можно заменить раствором хелатного железа из среды МС, 50 мл маточного раствора).

На растворе Кнопа можно также выращивать и ряску.

3.

Приготовление среды для цианобактерий

Для культивирования цианобактерий рекомендуется среда Чу N 10 (г/литр раствора):

Са(NO₃)₂ — 0.04

MgSO₄*7H₂O — 0.025

KH₂PO₄ — 0.01

Na₂CO₃ — 0.02

Na₂SiO₃*9H₂0–0.025

FeCl₃*6H₂O — 0.0008 (также можно заменить хелатом железа)

4. Приготовление питательного агара для грибов (агар Чапека)

Состав среды Чапека (г/литр раствора):

Сахароза — 30 г

NaNO₃ — 3 г

КН₂РO₄ — 1 г

MgSO₄*7H₂O — 0.5 г

КСl — 0.5 г

FeSO₄*7H₂O — 0.01 г

Агар-агар — 15 г

На дно колбы насыпать агар (можно брать пол-литровые обычные бутылки, тогда на 1 литр среды необходимы 3 бутылки, в каждую их которых насыпать 1/3 агара, т. е. 5 грамм) и залить раствором солей. Колбу или бутылки поставить в автоклав на стерилизацию на 20 минут. После стерилизации, покачивая колбу, тщательно перемешать содержимое, иначе агар останется на дне, и застынет только нижний слой среды.

В боксе среду разлить по стерильным чашкам Петри или пробиркам. Проверить на бактериальное заражение, выдержав 3–4 дня при комнатной температуре. В дальнейшем лучше хранить в холодильнике, так как там среда меньше испаряется.

5. Среда Прата для хранения коллекции культур водорослей

Длительно выдерживать зеленые водоросли без пересева не рекомендуется, так как водоросли могут прекратить свой рост в результате самоотравления продуктами жизнедеятельности. Признаками такого угнетения могут служить пожелтение культуры, появление белесого оттенка на среде и ее помутнение. Сохранить коллекцию водорослей можно на твердых питательных средах, где рост культуры замедлен, поэтому частые пересевы не требуются (раз в месяц, а если хранить при слабом рассеянном свете при температуре 10–15 °C, то и раз в два месяца). Состав среды Прата (г/литр раствора):

KNO₃ — 0.10

MgSO₄*7H₂O — 0.01

К₂НРO₄ — 0.01

FeCl₃*6H₂O — 0.001

агар-агар — 12 г

Среду простерилизовать.

Методики культивирования клеток

Начнем с того, что растительные и животные клетки предъявляют совершенно различные требования к условиям культивирования.

Для животных клеток диапазон оптимального существования очень узок. Это касается

и температурных условий, и состава питательных сред (необходимо строго выдерживать pH, молярность и т. д.), и газового состава. Пожалуй, наименее требовательны они к освещению. Для выращивания животных клеток всегда используют готовые фабричные питательные среды, а для длительного поддержания линии нужен термостат. Для некоторых видов клеток газовый состав воздуха можно обеспечить, поместив флаконы с культурой в эксикатор (емкость с притирающейся крышкой) в который также помещают горящую свечку. Когда эксикатор плотно закрыт, свеча затухает сама при концентрации углекислого газа в воздухе 5 %.

Подробнее о условиях культивирования животных клеток и культивировании органов можно прочесть в учебнике по биотехнологии.

Заводить и вести культуру растительных клеток гораздо проще. Растительные культуры поддерживают при температурах от 22 до 27 °C, в темноте или при освещении. Среды для них — несложные, и их легко приготовить самому. Культивировать можно на твердых питательных средах с добавлением агар-агара, крахмала (методика изложена в главе "питательные среды" или на жидких питательных средах, с использованием мостиков из ваты и фильтровальной бумаги.

Суспензионные культуры растительных клеток поддерживать гораздо сложнее — необходима мешалка для постоянного перемешивания среды. Иначе эксплант погиб нет, в первую очередь, от отсутствия доступа кислорода.

Условия освещения различны в зависимости от поставленных вами задач. Каллусную ткань обычно получают в темноте. Клональное микроразмножение проводят при освещении. В качестве источника света лучше пригодны лампы дневного света. Они не нагревают камеру и имеют более или менее подходящий для растений спектральный состав света.

ПОЛУЧЕНИЕ КАЛЛУСНОЙ ТКАНИ У РАЗНЫХ РАСТИТЕЛЬНЫХ ОБЪЕКТОВ

Каллус — определенным образом организованная масса ткани, состоящая из дедифференцированных клеток. Образование и рост каллусной ткани контролируется фитогормонами типа ауксинов и цитокининов. Под действием ауксинов происходит дедифференцировка, а под влиянием цитокининов — интенсивное деление, в результате которого образуется ткань.

Спонтанное образование каллусной ткани в природе мы можем наблюдать на месте повреждения. Каллусные клетки затягивают рану, а впоследствии дифференцируются в утраченные ткани растения. Например, когда вы черенкуете розы или другие древесные растения, то на месте нижнего среза, погруженного в воду вырастает мозолеобразое образование — каллус, из которого затем формируются корни, происходит укоренение черенка. Очень часто каллус формируется на поврежденных корнеплодах моркови (особенно в месте среза листьев), на черешках кочанов капусты.

Каллусную ткань также можно получить на искусственных питательных средах, включающих фитогормоны, используя фрагменты самых разных частей растения: стеблей, корней, тканей клубня, листьев, зародышей, семядолей и т. д. Такие фрагменты называются эксплантами.

Получение каллусной ткани из листьев табака

Табак — классический объект для получения каллусной ткани и дальнейших ее исследований. Клетки табака легко дедифференцируются и переходят к делению, образуя быстро растущую каллусную ткань. Кроме того, в каллусной ткани табака легко вызвать регенерацию.