Руководство по репродукции и неонатологии собак и кошек
Шрифт:
Работы по искусственному осеменению домашней кошки проводятся преимущественно в научных целях, поскольку ее биология имеет сходство с биологией диких кошачьих, однако разработанные методы искусственного осеменения и сохранения спермы могут найти применение в племенном разведении кошек. Численность племенных животных у многих пород ограничена, в частности, из-за того, что большинство котов подвергается кастрации в связи с поведенческими проблемами (например, нанесения мочевых меток), осложняющими их содержание в домашних условиях. Недостаток производителей, а также дисбаланс численности некастрированных кошек и котов рано или поздно приводит к инбридингу
Методы искусственного осеменения
В отсутствие вязки овуляцию стимулируют посредством инъекции человеческого ХГ, повышающего секрецию ЛГ. Индукция овуляции наиболее эффективна на 3 день эструса. Внутримышечное введение 100 ME человеческого ХГ обеспечивает овуляцию у большинства кошек, повышение дозы приводит к гиперстимуляции яичников и дегенерации ооцитов. Анестезия угнетают овуляцию, если проводится после ее индукции или непосредственно перед овуляцией. В качестве альтернативного метода можно использовать внутримышечное введение 25 мкг ГнРГ.
Имеются сообщения об успешном осеменении свежей спермой (как вагинальном, так и внутриматочном). Если осеменение спермой, разбавленной 0,1 мл физраствора, проводят в день введения человеческого ХГ и повторно через 24 часа, т. е. в момент овуляции, обеспечивается более надежное оплодотворение по сравнению с однократным осеменением в день введения человеческого ХГ. Хирургическое внутриматочное осеменение обеспечивает наилучшие результаты, если проводится через 31–50 часов после введения человеческого ХГ. Оплодотворение происходит в течение 49 часов после индукции овуляции. Для выполнения интравагинального осеменения назначение транквилизаторов обычно не требуется.
Длина преддверия влагалища домашней кошки составляет 1–2 см, диаметр 2,5–3,0 см. Французский катетер калибра 3,5 может быть использован для интравагинального осеменения. Его вводят на 45–50 мм во влагалище до шейки матки, выдавливают сперму (фиг. 10.6), после чего в течение 10 минут животное удерживают в положении с приподнятой тазовой частью. Для осеменения свежей спермой в спермодозе должно содержаться не менее 5 х 106 сперматозоидов.
Индукция овуляции — 100 МЕ чХГ на 3 день эструса;
Овуляция — Через 26–29 часов после инъекции человеческого ХГ;
Оплодотворение — Может происходить в интервале до 49 часов после индукции овуляции;
Анестезия — Может подавлять овуляцию;
Общая длина преддверия влагалища и влагалища — 45–50 мм.
Полноценное потомство можно получить с помощью осеменения замороженной (после ее размораживания) спермой. Вероятность наступления беременности составляет около 10 % при естественной и гормональной стимуляции течки. Низкая эффективность такого метода объясняется, вероятно, повреждениями акросом в процессе замораживания и последующего размораживания, даже если сперматозоиды отличаются хорошей подвижностью. Важным фактором является корректный выбор как времени проведения манипуляции, так и метода осеменения: как и у собак, наилучшие результаты наблюдаются в результате внутриматочного осеменения, особенно если речь идет об использовании замороженной спермы. Хирургическое внутриматочное
Искусственное осеменение, в том числе получение и хранение спермы не является распространенным методом племенной работы, однако может стать таковым в самом ближайшем будущем.
Вагинальное осеменение кошки. Сперму вводят в краниальный отдел влагалища ближе к шейке матки
ЛИТЕРАТУРА
Axner E., Strom В. and Linde-Forsberg С. (1997) Sperm morphology is better in the second ejaculate than in the first in domestic cats electroejaculated twice during the same period of anesthesia. Theriogenology, 47, 929–934.
Axner E., Strom B., Linde-Forsberg C., Gustavsson I., Lindblad К. and Wallgren M. (1996) Reproductive disorders in 10 domestic male cats. Journal of Small Animal Practice 37, 394–401.
Chakraborty P. K., Wildt D. E. and Seager S. W. J. (1979) Serum luteinizing hormone and ovulatory response to luteinizing hormone-releasing hormone in the estrous and anestrous domestic cat. Laboratory Animal Science 29, 338–344.
Dooley M. P. and Pineda M. H. (1986) Effect of method of collection on seminal characteristics of the domestic cat. American Journal of Veterinary Research 47, 286–292.
Dooley M. P., Pineda M. H., Hopper J. G. and Hsu W. H. (1991) Retrograde flow of spermatozoa into the urinary bladder of cats during electroejaculation, collection of semen with an artificial vagina, and mating. American Journal of Veterinary Research 52, 687–691.
Glover T. T. and Watson P. F. (1985) The effect of buffer osmolality on the survival of cat (Felis catus) spermatozoa at 5 °C. Theriogenology, 24, 449–456.
Glover T. T. and Watson P. F. (1987) The effects of egg yolk, the low density lipoprotein fraction of egg yolk, and three monosaccharides on the survival of cat (Felis catus) spermatozoa stored at 5 °C. Animal Reproduction Science 13, 229–237.
Linde-Forsberg С. (1990) Achieving pregnancy by using frozen canine chilled extended semen. Veterinary Clinics of North America-Small Animal Practice 21, 467–485.
Platz C. C. and Seager S. W. J. (1978) Semen collection by electroejaculation in the domestic cat. Journal of the American Veterinary Association 173, 1353–1355.
Platz C. C., Wildt D. E. and Seager S. W. J. (1978) Pregnancy in the domestic cat after artificial insemination with previously frozen spermatozoa. Journal of Reproduction and Fertility 52, 279–282.
Pope C. E., Turner J. L., Quatman S. P. and Dresser B. L. (1991) Semen storage in the domestic felid: a comparison of cryopreservation methods and storage temperatures. Biology of Reproduction 44, 257, 50.
Sojka N. J., Jennings L. L. and Hamner C. E. (1970) Artificial insemination in the cat (Felis catus L.). Laboratory Animal Care 20, 198–204.